Российский ветеринарный журнал. Мелкие домашние и дикие животные, 2013, № 6

ISSN 5181514508

мелкие домашние 
и дикие животные

6

2013
ÐÎÑÑÈÉÑÊÈÉ
ÂÅÒÅÐÈÍÀÐÍÛÉ
ÆÓÐÍÀË

Инфекционная патология

Офтальмология

Ветеринарное предпринимательство

Онкология

Визуальная диагностика

Физиология

Пластическая хирургия

Кардиология

Эндоскопические методы

Новости науки и практики

Диетология

Современные фармакои биопрепараты

Главный редактор
С.А. Ягников

Выпускающий 
редактор
В.В. Ракитская

Редакционная коллегия
Акбаев М.Ш.
Бажибина Е.Б.
Бардюкова Т.В.
Василевич Ф.И.
Васильев Д.Б.
Власов Н.А.
Голубева В.А.
Данилевская Н.В.
Ермаков А.М.
Жаров А.В.
Зуева Н.М.

Илларионова В.К.
Карташов С.Н.
Козловская Н.Г.
Корнюшенков Е.А.
Кулешова Я.А.
Лежандр А.М.
Максимов В.И.
Митрохина Н.В.
Перепечаев К.А.
Ромашов Б.В.
Самошкин И.Б.
Санин А.В.
Середа С.В.
Сережина Л.А.
Слесаренко Н.А.
Фролов В.В.
Чернов А.В.
Якунина М.Н.

Воспроизведение материалов в любом виде, включая электронный, возможно только по письменному согласованию с издательством. Редакция
не несет ответственности за содержание рекламных материалов.

Рукописи, принятые на рассмотрение, редакция не возвращает.

Научнопрактический журнал
Издается с марта 2005 г.

«Российский ветеринарный журнал. Мелкие домашние и 
дикие животные» входит в Перечень ВАК ведущих рецензируемых научных журналов и изданий, в которых должны быть
опубликованы основные научные результаты диссертации на
соискание ученой степени доктора и кандидата наук (по зоотехническим и ветеринарным специальностям, по биологическим
наукам)

Учредитель: Издательский дом «Логос Пресс»
Директор М.В. Быльков 
Руководитель проекта И.М. Шугурова, к.б.н.
Шефредактор Г.В. Богданова
Руководитель отдела маркетинга Е.В. Лебедева
Компьютерный дизайн Я.В. Быстрова

Адрес редакции: 127055, Москва, а/я 9
Email: info@logospress.ru
http://logospress.ru/
Тел.: +7/495/2204816, факс: +7/495/6890575

Свидетельство о регистрации СМИ:
ПИ № ФС7746190 от 12.08.2011

Оформление подписки
каталог «Почта России» 12604 (на год)

Журнал выпускается при участии
Учебнометодического объединения высших учебных заведений
Российской Федерации по образованию в области зоотехники и ветеринарии

Журнал выходит при поддержке
ООО «Биоконтроль», ИРСО, ВИТАР

РВЖ • МДЖ • № 6/2013

5

Содержание/Contents

Ðîññèéñêèé 
Âåòåðèíàðíûé 
Æóðíàë
Russian Veterinary Journal
6/2013

Актуальная тема

Пименов Н.В., Субботин В.В., Данилевская Н.В. 
Лечение и профилактика сальмонеллеза голубей и животных
зоопарков с использованием фаготерапии и пробиотика . . . . . 6

Офтальмология

Перепечаев К.А.
Патологии системы отведения слезы у собак и кошек. Часть 2 . . 9

Ветеринарное предпринимательство

Василевский Н.М., Ершов П.П., Семченко Р.А.
Опыт организации работы сети ветеринарных клиник . . . . . . . 14

Оригинальные статьи

Онкология

Полиматиди В.О., Якунина М.Н.
Клинико-эпидемиологическая характеристика спонтанной
лимфомы у кошек . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

Визуальная диагностика

Кемельман Е.Л., Герасимов А.С., Ягников С.А.
Рентгенологические признаки новообразований полости носа 
у собак, выявленные с помощью компьютерной томографии . . . . 18

Физиология

Сотникова Е.Д.
Влияние БАД на деятельность желудка при стрессах у собак . . . 21

Эндоскопические методы

Лапшин А.Н., Рыгалин С.Н., Кондратова И.А., Купреева Т.А.
Лапароскопически-ассистированная холецистостомия 
с гидропульсацией в паллиативной терапии обструкции общего
желчного протока у кошки при желчекаменной болезни . . . . 24
Чернов А.В.
Симуляционное и тренинговое обучение эндоскопии 
и эндовидеохирургии в системе постдипломного 
ветеринарного образования . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

Клинический случай

Ягников С.А., Казаков В.А., Кулешова Я.А., Кулешова О.А., Валюс М.Д.
Пластика кожно-мышечным лоскутом при иссечении
гигромы локтевого отростка у собак . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

Лекции

Козловская Н.Г.
Породная предрасположенность собак и кошек 
к кардиологическим заболеваниям . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

Обзоры

Орлова С.Т., Сидорчук А.А.
Респираторные микоплазмозы собак. Часть I. 
Роль микоплазм в респираторной патологии собак . . . . . . . . 36

Новости науки и практики . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

Диетология

Благодарная Н.Е.
Алгоритм изменения диеты при подозрении на пищевую
непереносимость корма . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
Диетотерапия для кошек с ХБП . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44

Современные фармако- и биопрепараты

Волкен С., Шапер Р., Менке Н., Крэмер Ф., Шнайдер Т.
Предупреждение лактогенной трансмиссии Toxocara cati —
основной метод контроля заболеваемости кошек . . . . . . . . . . . 46
Ращектаев А.С.
Эффективность применения препарата на основе цитотоксина 
в составе комплексной терапии при жировом гепатозе кошек . . 50
Статьи, опубликованные в 2013 году . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

Vital topic

Pimenov N.V., Subbotin V.V., Danilevskaya N.V.  
Treatment and Prevention of Salmonellosis in Pigeons 
and Zoo Animals Using Phagotherapy and Probiotic . . . . . . . . . . 6

Ophthalomology

Perepechaev K.А.
Pathologies of Nasolacrimal Drainage System in Dogs and Cats. Part 2 . . 9

Veterinary enterprise

Vasilevsky N.M., Ershov P.P., Semchenko R.A.
Experience of the Work Organization in the Veterinary Clinics Network . . . 14

Original articles

Oncology

Polimatidi V.O., Yakunina M.N.
Clinical and Epidemiological Characteristic of Spontaneous
Lymphoma in Catsк . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

Visual Diagnostics

Kemelman E.L., Guerasimov A.S., Yagnikov S.A.
Roentgenological Signs of the Neoplasias of the Nasal Cavity 
in Dogs, Revealed by Computed Tomography . . . . . . . . . . . . . . . . 18

Physiology

Sotnikova E.D.
Dietary Supplements Effect on the Stomach Activity in Stressed Dogs . . . 21

Endoscopic methods

Lapshin A.N., Rigalin S.N., Kondratova I.A., Kupreeva T.A.
Laparoscopic-Assisted Cholecystostomy 
with Hydropulsation in Palliative Treatment of Common 
Bile Duct Obstruction in a Cat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
Chernov A.V.
Psychomotoric Skills and Training of Endoscopy 
and an Endovideosurgery in System 
of Post-Degree Veterinary Education . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

Clinical case

Yagnikov S.A., Kazakov V.A., Kuleshova Y.А., Kuleshova O.A., Valyus M.D.
Plastic Skin-Muscle Flap Following Hygroma 
Olecranon Excision in Dogs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

Lectures

Kozlovskaya N.G.
Rock Predisposition of Dogs and Cats 
to the Cardiological Diseases . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

Reviews

Orlova S.T., Sidorchuk A.A.
Respiratory Mycoplasmosis of Dogs. Part I. 
Role of Mycoplasma in Respiratory Pathology of Dogs . . . . . . . . 36

News of science & practice . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

Dietology

Blagodarnaya N.E. 
Algorithm of a Change in the Diet with the Suspicion 
to the Food Intolerance of the Fodder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
Diet Therapy for the Cats with Chronic Renal Failure . . . . . . . . 44

Modern pharmacological drugs & biopreparations

Wolken S., Schape R., Mencke N., Kraemer F.,Schnieder Th. 
ПPrevention of Vertical Transmission of Toxocara cati
is the Method of Strategic Control of the Parasite . . . . . . . . . . . . . 46
Rashchektaev A.S.
Effectiveness of the Application of Preparation on the Basis 
of Cytotoxin in the Complex Therapy of Fatty Hepatosis in Cats . . . 50
Articles published in 2013 year . . .  . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

Лечение и профилактика сальмонеллеза
голубей и животных зоопарков 
с использованием фаготерапии 
и пробиотика

АКТУАЛЬНАЯ ТЕМА

6

Н.В. Пименов1, В.В. Субботин2, Н.В. Данилевская1

1 Московская государственная академия ветеринарной медицины и биотехнологии имени К.И. Скрябина.

2 Евразийская экономическая комиссия (Москва).

Ключевые слова: бактериофаги, лечение, пробиотик
на основе лакто- и бифидофлоры, сальмонеллез, селективная деконтаминация
Сокращения: ВОЗ — Всемирная организация здравоохранения, ЛД — летальная доза, мкр. кл. — микробные клетки, РФ — Российская Федерация, СНГ —
Содружество Независимых Государств

Нозологически различают первичные сальмонеллезы, если болезнь с выраженным клиническим проявлением вызвана серовариантами сальмонелл, адаптированными для данного вида восприимчивого организма. S. typhimurium и S. enteritidis выделяли в клинических случаях сальмонеллеза у бобров, косуль,
ланей, других представителей дикой фауны и зоопарковой культуры. Эти же сероварианты являются самыми распространенными в случаях возникновения
сальмонеллеза у собак, кошек, морских свинок, хомяков, черепах. Адаптированными для молодняка крупного рогатого скота являются Salmonella enteritidis,
S. typhimurium, S. dublin; для поросят — S. choleraesuis, S. typhimurium, S. enteritidis, S. typhisuis; для
овец — S. abortusovis, S. enteritidis; для лошадей —
S. abortusequi, S. typhimurium; для цыплят — S. enteritidis, S. gallinarum-pullorum, S. typhimurium; для водоплавающей птицы — S. typhimurium; для голубей,
декоративных и экзотических птиц — S. typhimurium,
S. enteritidis.
Вторичные сальмонеллезы могут быть следствием
инфицирования на фоне снижения общей резистентности организма и иммунодепрессивных реакций. При
бактериологическом анализе здесь выделяют разные
сероварианты, менее адаптированные или вообще нехарактерные как возбудители болезни. Как правило,
вторичные сальмонеллезы спорадичны, а вот первичные
могут приобретать характер энзоотии.
Обращает на себя внимание изменение в картине
нозологического профиля первичных сальмонеллезов,

а, именно, в последние 10 лет сероварианты S. enteritidis
и S. typhimurium стали доминировать как поливидовые возбудители сальмонеллеза. Необходимо отметить, что и медицинские исследователи называют эти
сероварианты основными возбудителями пищевых токсикоинфекций и сальмонеллеза у человека.
Следует обратить внимание на широкую циркуляцию сальмонелл во внешней среде, объектах дикой
и синантропной фауны. Установлено, что растет вирулентность циркулирующих штаммов сальмонелл, инфицирующая доза может составлять от десятков до нескольких тысяч клеток. Так, Н.В. Пименовым от голубей
выделены изоляты S. typhimurium с высокой вирулентностью, характеризуемой величиной ЛД50 менее
5 тыс. мкр. кл., даже, 1349 и 647 мкр. кл., S. enteritidis —
5 и 9 тыс. мкр. кл. [2]. Учитывая, что голубь — синантропная птица, обитает рядом с человеком, потенциальная социальная угроза инфицирования вирулентными штаммами становится очевидна. При этом циркулирующие патогенные штаммы сальмонелл обладают
множественной антибиотикорезистентностью. Широкие исследования антибиотикорезистентности, проведенные нами у 28 выделенных изолятов S. typhimurium, показали, что произошел серьезный дрейф в сторону развития у циркулирующих сальмонелл множественной резистентности к антибиотикам [3].
Множественную лекарственную устойчивость регистрировали у всех изучаемых образцов. При анализе антибиотикорезистентности выделенных изолятов
в одном из исследований отмечены показатели средней или высокой чувствительности большинства культур сальмонелл только к имипенему, у половины культур — к левомицетину (хлорамфениколу) (51,8 %),
байтрилу (53,6 %), фурагину (57,7 %), клафорану
(58,3 %). К мономицину, ципрофлоксацину, азитромицину, клотримазолу, доксициклину, метронидазолу,
карбенициллину, колистину, стрептомицину, белкоспире, рифампицину, канамицину, тетрациклину, линкомицину, неомицину, эритромицину большинство
выделенных изолятов сальмонелл обладали резистентностью или низкой чувствительностью. Низкой была
активность пенициллинов, карбенициллина, азитромицина [1].
Реальная ситуация с циркуляцией патогенных сальмонелл с множественной антибиотикорезистентностью угрожает инфицированием и заболеваемостью
людей, животных и птиц. При этом спектр терапевти
УДК 619: 616.98: 579.842.14

Сальмонеллез — опасный для человека зооноз, вызываемый энтеробактериями рода Salmonella, продолжает
оставаться серьезной социальноэкономической проблемой большинства стран мира. В РФ и странах СНГ
за последние 15 лет заболеваемость сальмонеллезом
людей и птицы возросла в 7 раз. По заключению экспертов ВОЗ, альмонеллезная инфекция не имеет себе
равных по сложности эпизоотологии, эпидемиологии и
трудностям борьбы с ней.

Лечение и профилактика сальмонеллеза голубей и животных зоопарков 
с использованием фаготерапии и пробиотика

РВЖ • МДЖ • № 6/2013

7

ческих средств и традиционных методов лечения не
принесет оздоровительного эффекта. В этой связи назрела необходимость развития комплексных методов
освобождения от сальмонеллы с использованием препаратов, альтернативных антибиотикам.

Очевидно, что в современных условиях с распространенной множественной антибиотикорезистентностью и особенностями возбудителя добиться устранения сальмонеллоносительства при указанных подходах будет проблематично. Необходимо отметить, что
сальмонеллы способны персистировать в организме и
локализоваться не только в кишечнике, но и в легких,
внутрисуставной жидкости, желчи, суставах, то есть там,
где не всегда удается поддерживать концентрации активного антибактериального вещества. В этой связи
более перспективными деконтаминантами, санирующими организм от сальмонелл, будут высокоактивные литические бактериофаги — специфичные агенты,
обеспечивающие по сути селективную деконтаминацию как избирательное подавление.
Эффективность метода селективной деконтаминации при борьбе с сальмонеллезом изучали при использовании препаратов бактериофагов, основанных на фагах Ph. S. typhimurium №5 ТЗ -ДЕП, Ph. S. typhimurium №8 МЁ -ДЕП, Ph. S. typhimurium №9 ММ -ДЕП
(авторы штаммов — Н.В. Пименов, И.В. Чиркова), Ph.
S. enteritidis А-1 -ДЕП, Ph. S. enteritidis ЮН-1 -ДЕП,
Ph. S. enteritidis ЮН-2 -ДЕП (авторы штаммов — С.В.
Ленев, Ю.А. Малахов, Н.В. Пименов). Перечисленные
штаммы отличались высокой литической активностью
(10-8…10-10 по методу Аппельмана и более 107 по Грациа) и максимальным спектром литического действия
к бактериям Salmonella при специфичности литической
активности. При изучении эффективности лизинообразования, адсорбционных свойств, среднего числа негативных колоний при высевах по методу исследования одиночного цикла развития фагов, характеристики
циклов одиночного развития бактериофагов были получены данные, удовлетворяющие критериям производственных штаммов для создания лечебно-профилактических препаратов. Штаммы бактериофагов
обладали выраженной интенсивностью формирования
литического фермента и выраженными свойствами
адсорбции на клетках хозяев. Характеристики цикла
одиночного развития в системе «фаг-бактериальная
клетка» демонстрировали высокие показатели репродуктивной способности изучаемых штаммов бактериофагов: по окончании лизиса бактерий количество фа
говых частиц составило 13200 в 0,1 мл материала, средний выход фагов — от 185 до 426, что является достаточным критерием для терапевтической эффективности фагового препарата.
Препарат на основе перечисленных штаммов бактериофагов был сконструирован и успешно апробирован в лабораторных условиях на белых мышах, а затем в условиях голубятен. Сохранность в опытных
группах (10 мышей), которым вводили препарат спустя 20 мин после инфицирования специфичной сальмонеллой в дозе 5 ЛД50, составила 100 % при гибели
9…10 мышей из 10 мышей (90…100 %) контрольной
группы.
При исследовании активности бивалентного бактериофага голубям внутримышечно вводили S. typhimurium M-2ф t-ДЕП, S. enteritidis 25 Явe -ДЕП в дозе 5 ЛД50,
а спустя 20 мин — препарат. Наблюдение и учет заболевших и павших голубей с бактериологическим исследованием проводили в течение 14 дней. Результаты исследования активности препарата против сальмонеллеза птиц в остром лабораторном опыте на голубях
показали их сохранность 90…100 % при сохранности 
в контрольных группах без фагообработки 0…10 %.
При этом единичные летальные случаи в опытных
группах могли быть спровоцированы высокой дозой
экзо- и эндотоксинов сальмонелл, так как гибель по
1 голубю отмечали в первые 1…2 суток после начала
эксперимента при введении S. enteritidis или смеси
с ее присутствием. От погибших голубей в опытных
группах при бактериологических исследованиях сальмонеллу не выделяли, при этом в контроле ее выделяли из материала, полученного как от трупов, так и
от клинически здоровых голубей.
Внедрение методов фаготерапии с применением новых средств бактериолитического действия, альтернативных химиотерапевтическим средствам, является
основой современного метода селективной деконтаминации. Принимая во внимание специфичность
действия литически активных бактериофагов, нельзя исключить ситуации распространения других энтеробактерий в биоценозе кишечника животных и
птиц, больных сальмонеллезом и пролеченных фагами. На фоне сложившихся условий микробиоценоза (рН среды, ферментативная активность, концентрация продуктов воспаления, угнетение лакто- и
бифидомикрофлоры) возможно заселение кишечника кишечной палочкой, иерсинией, клебсиеллой, протеем, энтеробактером, шигеллой, сальмонеллами
других серовариантов, энтерококками, коринебактериями, синегнойной палочкой и другими бактериями — патогенными сапрофитами. Тем самым для
полноценного и долгосрочного лечебно-профилактического эффекта в селективной деконтаминации
обозначена необходимость конкурентного вытеснения условно-патогенной микрофлоры пробиотическим препаратом — донором нормальной микрофлоры кишечника.
Из пробиотиков для осуществления поставленной
задачи был выбран отечественный препарат на основе характерных для микробиоценоза желудочно-ки
Метод селективной деконтаминации предусматривает избирательное подавление патогенной микрофлоры.
Как метод терапии селективная деконтаминация была
разработана для лечения желудочнокишечных заболеваний, длительное время предусматривала применение антибактериальных средств с подтвержденной
чувствительностью и последующее восстановление нормофлоры кишечника пробиотическими препаратами.
Патогенный микроорганизм, таким образом, вытеснялся
из биоценоза, и при соблюдении режимов применения
и правильном подборе препарата достигалось устранение микробоносительства.

Н.В. Пименов, В.В. Субботин, Н.В. Данилевская

8

шечного тракта птиц Bifidobacterium adolescentis и
Lactobacillus acidophilum. Привлекательность данного
пробиотика определена его свойствами, обеспеченными
максимальной сохранностью биологических свойств
микроорганизмов-доноров при контактно-сорбционной сушке биомассы, а также включением в препарат
элементов культуральной среды и продуктов, повышающих интенсивность обмена веществ, конверсию корма и пристеночную резистентность слизистой оболочки кишечника [4].
Апробация метода включала в себя пероральное применение инфицированным цыплятам голубей бактериофага с питьевой, кипяченой и остуженной до
25…30°С водой в разведении из расчета по объему
1:10…1:20 и, одновременно, пробиотика с кормом
в лечебной дозе 0,4 г/кг ежедневно в течение 10 суток, а далее 0,2 г/кг в течение 20 суток. Цыплят
голубей контрольной группы препаратами не обрабатывали, и летальность составила 90 %. Диагноз —
сальмонеллез был установлен во всех случаях. Применение селективной деконтаминации обеспечило полную сохранность цыплят в опытной группе (30 гол.).
Дальнейшие испытания в «полевых условиях» на
голубятнях Подольского и Домодедовского районов
Московской области, в зоопарке «Ташир», неблагополучных по сальмонеллезу, в зоопарке ООО «Парк
живой природы «До-До» на птице и животных подтвердили 100%-ю эффективность метода селективной
деконтаминации, основанного на применении препаратов высокоактивных фагов совместно с пробиотиком.
Так, в зоопарке «Ташир» (Московская область) заболеваемость отмечали у фазанов 4…5-месячного
возраста и 25…40-дневных утят, сальмонеллоносительство — у остальных птиц зоопарка. Выпойку препарата бактериофагов осуществили групповым способом всей птице трижды с интервалом
48 ч, пробиотик давали ежедневно в формах, сорбированных на муке и на отрубях, в течение 10 дней.
На 3-и сутки состояние больной птицы улучшилось,
в течение 5 дней констатировали клиническое выздоровление, заболеваемость и гибель больше не от
мечали в течение пятимесячного периода наблюдения. При контрольных бактериологических исследованиях, проводимых каждые 14 суток из смывов и помета птиц зоопарка, бактерий рода Salmonella не выделяли.
Использование фагов и пробиотиков обеспечивает эффективное воздействие на разные мишени патологического процесса за счет специфического действия
на возбудителя и неспецифического антагонистического действия пробиотических бактерий на гнилостную, патогенную и условно-патогенную микрофлору, а также за счет иммуномодулирующих и пребиотических эффектов.
Принимая во внимание, что S. enteritidis и
S. typhimurium — основные возбудители сальмонеллеза не только птиц, но и домашних животных, селективная деконтаминация как метод терапии становится все более перспективной. Во-первых, потому что
фаготерапия наиболее приемлема как последовательная избирательная деконтаминация организма. Препараты фагов не имеют побочных действий и не приводят к резкой гибели всех энтеробактерий с высвобождением высоких доз эндотоксина. Во-вторых,
фаги активны до полной санации организма от сальмонеллы. Так, в голубеводстве применение антибиотиков при сальмонеллезе отмечалось переходом болезни в хронические суставные формы, чего не фиксировали при фаготерапии.

Б и б л и о г р а ф и я

1.
Данилевская Н.В., Пименов Н.В. Проблема антибиотикорезистентности на примере лечения сальмонеллеза у домашних
голубей // РВЖ.МДЖ, 2005; 4: 21–25.
2.
Пименов Н.В. Совершенствование средств и методов борьбы с сальмонеллезом птиц // Ветеринария и кормление, 2012;
4: 32–33.

3.
Пименов Н.В., Данилевская Н.В. Антибиотикорезистентность сальмонелл, выделенных у домашних голубей // Ветеринария,
2006; 9: 20–24.
4.
Субботин В.В., Данилевская Н.В. Опыт применения пробиотического препарата лактобифадол в птицеводстве: Мат-лы II Междунар. Конгресса по птицеводству. — М., 2006.

SUMMARY
N.V.Pimenov, V.V.Subbotin, N.V.Danilevskaya. Treatment and Prevention of Salmonellosis
in Pigeons and Zoo Animals Using Phagotherapy and Probiotic. The effective selective inhibition of salmonellosis in the organism and salmonellosis treatment are accomplished by combinedactive
bacteriophages and probiotic usage. The method showed efficiency in laboratories, as well as in dovecotes and zoos. A broad introduction of selective decontamination based on the combined usage
of bacteriophages and probiotics is perspective for treatment and control of bird's and animal salmonellosis.

Таким образом, метод контаминации является перспективным направлением в борьбе с сальмонеллезом,
особенно при лечении и срочной профилактике, так как
бактериофаги сохраняются до 3…5 суток в кишечнике
и при алиментарном инфицировании или сальмонеллоносительстве лизируют возбудителя, препятствуя заражению и клинической болезни. В известной степени
профилактическое действие оказывает конкурентная
микрофлора пробиотика на основе лактои бифидофлоры, препятствуя размножению патогенных сапрофитных бактерий. Предложенный метод необходим для широкого внедрения в практику ветеринарной медицины, так как является универсальным для разных видов
животных и птиц.

РВЖ • МДЖ • № 6/2013

9

ОФТАЛЬМОЛОГИЯ

Ключевые слова: атрезия слезной точки, бужирование,
дакриоцистит, дакриоцисториностомия, слезная
точка, слезно-носовой канал, слезный мешок, эпифора
Сокращения: КТ — компьютерная томография,
МРТ — магнитно-резонансная томография, СНК —
слезно-носовой канал

Диагностика и лечение 
патологий системы отведения слезы

Хирургические процедуры. В данном разделе описаны хирургические методы лечения патологий системы отведения слезы.
Лечение атрезии слезной точки. При атрезии одной из слезных точек (верхней или нижней) тактика
лечения следующая.
Под операционным микроскопом (увеличение
х9…10) внимательно осматривают конъюнктивальный
свод и ребро века в месте предполагаемого нахождения слезной точки и слезного канальца. Обнаружение углубления (ямки) в конъюнктиве свидетельствует о наличие в этом месте зачатка слезной точки. Затем через нормальную слезную точку с помощью ирригационной канюли интенсивно промывают СНК.

Если при промывании СНК жидкость заполняет
слезный каналец со стороны атрезированной слезной точки, то под давлением жидкости конъюнктива над слезной точкой приподнимается, что можно хорошо визуализировать под микроскопом. В этом случае конъюнктивальными ножницами осторожно
вскрывают конъюнктиву над местом расположения
слезной точки. Если манипуляция выполнена правильно и полость слезного канальца вскрыта, при промывании СНК жидкость свободно вытекает наружу через сформированную слезную точку. Наружный диаметр последней должен быть 2…3 мм. После удачно проведенной процедуры однократно системно
вводят антибиотик и назначают местно (в каплях)
антибиотик и противовоспалительный препарат сроком на 3 недели. Ношение защитного воротника не
показано.
Если при промывании слезный каналец и/или слезная точка не визуализируется, попытка восстановления атрезированной слезной точки смысла не имеет,
поскольку приходящий к ней слезный каналец не сформирован. При атрезии и верхней и нижней слезной точки, проводят дакриориноцистостомию (см. ниже).

Лечение абсцесса слезного канальца. Лечение абсцесса слезного канальца в принципе аналогично лечебным процедурам при атрезии слезной точки. Отличием является то, что слезный каналец вскрывают непосредственно в месте максимального скопления гноя. С помощью конъюнктивальных ножниц
удаляют все пораженные гноем ткани. При необходимости конъюнктиву века фиксируют вокруг сформированного отверстия прерывистыми рассасывающимися швами 8/0…10/0. После вскрытия канальца обязательно тщательно промывают слезные канальцы и
носовую часть СНК 0,05%-м раствором хлоргексидина. После промывания пораженного слезного канальца осторожно проводят бужирование тонким металлическим мандреном до слезного мешка со стороны вскрытого слезного канальца. После бужирования
еще раз промывают слезный каналец. Жидкость должна свободно вытекать наружу через сформированное отверстие.
После процедуры назначают системно антибиотикотерапию на 5 дней + местно (в каплях) антибиотик
и противовоспалительный препарат на 3 недели. Показано ношение защитного воротника в течение 7 дней.
Лечение дакриоцистита. Лечение дакриоцистита
только хирургическое, терапия неэффективна.
Операцию начинают с бужирования слезных точек,
слезных канальцев и промывания СНК. Если во время
процедуры наполненный гноем слезный мешок опорожняется, нормальная проходимость СНК восстанавливается, дополнительного хирургического вмешательства не требуется. Нужно лишь тщательно промыть СНК со стороны верхней и нижней слезной точки 0,05%-м раствором хлоргексидина или водным
раствором антибиотика. После процедуры назначают
местную (в каплях) антибиотикотерапию сроком не
менее чем на 14 дней и системную антибиотикотерапию на 7 дней.
Если при бужировании и промывании СНК эвакуировать содержимое слезного мешка не удается, его
вскрывают. Волосяной покров в области медиального угла глаза тщательно сбривают, кожу обрабатывают 0,05%-м раствором хлоргексидина. Микрохирургическим ножом осторожно разрезают кожу и волокна поверхностных мышц носа и круговой мышцы глаза на длину около 10 мм. Проводят тщательный
гемостаз. Края разреза осторожно разводят и тупым
способом (разведенными браншами остроконечных
ножниц) раздвигают мышечные волокна до стенки
слезного мешка (рис. 18). Затем микрохирургическим
ножом одним движением вскрывают слезный мешок
и полностью эвакуируют гнойное содержимое и слизистые фрагменты желатинозной пленки мешка (рис.
19). Микрохирургический пинцет осторожно вводят
в полость слезного мешка для извлечения инородных тел или остатков тканей, браншами остроконеч
УДК 619: 617.7: 616-089

Патологии системы отведения слезы 
у собак и кошек.                         Часть 2

К.А. Перепечаев, Центр ветеринарной офтальмологии доктора Перепечаева (Москва)

Внимание! Для промывания СНК важно использовать
специальную изогнутую металлическую канюлю с зашлифованным концом. Канюлю осторожно вводят до слезного мешка и направляют концом в сторону недоразвитой
слезной точки. Именно при этом положении изогнутой
канюли жидкость максимально попадает в противоположный слезный каналец. Промывают с помощью шприца на 10 мл, плавно, но интенсивно нажимая на поршень.

К.А. Перепечаев

10

ных ножниц расширяют отверстие в слезном мешке
до диаметра 5…6 мм (рис. 20).
Слезный мешок тщательно промывают 0,05%-м
раствором хлоргексидина как со стороны разреза, так
и со стороны слезных точек и слезных канальцев.
Затем катетеризируют СНК со стороны верхней слезной точки, контролируя прохождение катетера через
слезный мешок. Идеальным вариантом является выведение дистального конца катетера через носовую
точку наружу, однако допускается и выведение дистального конца катетера наружу через отверстие в
слезном мешке. Разрез зашивают прерывистыми швами рассасывающимся материалом (ПГА 7-0/8-0), захватывая только кожу и поверхностный слой мышц
(рис. 21).
Оба конца катетера фиксируют к коже носа простым узловатым швом. Если удалось вывести дистальный конец катетера через носовую точку наружу,
проксимальный и дистальный концы катетера можно скрепить вместе лейкопластырем и зафиксировать
на боковой поверхности носа узловатым швом. Швы
с кожи снимают через 14 дней. Если катетер выведен
наружу через отверстие в слезном мешке, его снимают через 7 дней, если через носовую точку, то оставляют на 3…4 недели. Послеоперационную местную антибиотикотерапию (в каплях) назначают на
21…28 дней, системно — на 7 дней. Защитный воротник обязателен в течение всего срока использования катетера.
Катетеризация СНК. Ее цель — провести по всему СНК гибкий пластиковый катетер и вывести дистальный конец катетера через носовую точку. Процедура может быть одно- или двусторонней. В процессе продвижения катетера разрушаются микроспайки или слизистые пробки внутри СНК. Успешно
имплантированный катетер оставляют на 3…4 недели. За это время катетер, обладая определенной
подвижностью, способствует расширению СНК, особенно в области слезных канальцев и слезных точек.
Поскольку диаметр имплантируемого катетера всегда меньше диаметра СНК, то достигнуть значительного расширения СНК не удается. Кроме того, при
сильном сужении или деформации СНК в носовой
части катетеризация невозможна, так как катетер
просто не проходит через место изгиба или сужения. Таким образом, катетеризация СНК возможна
и наиболее эффективна у животных с нормальной
формой лицевой части черепа (долихо- и мезоцефалы) и невозможна у брахицефалических пород. В качестве катетеров используют полимерные трубки
или полимерные монофиламентные нити (леску) соответствующего диаметра. Материал катетера не
должен вызывать какой-либо тканевой реакции.

Процедуру проводят под общей анестезией. СНК катетеризируют через верхнюю слезную точку. Перед катетеризацией врач должен хотя бы приблизительно
определить длину катетера, необходимого для прохождения всего СНК — от верхней слезной точки до наружного крыла ноздри. Первоначально через верхнюю слезную точку промывают СНК и убеждаются в его потенциальной проходимости (по вытеканию жидкости
из ноздри). После этого гибкий полимерный катетер осторожно вводят через верхнюю слезную точку и начинают медленно продвигать вниз, в сторону слезного
мешка. Катетер должен без затруднений проходить верхнюю слезную точку и верхний слезный каналец (рис. 22).
После того, как катетер преодолел область слезного
мешка и продвинулся в носовую часть СНК, сопротивление его движению может усилиться. В этом случае
его удобнее продвигать в слезную точку, последовательно перехватывая микрохирургическим иглодержателем.

Внимание! Для катетеризации СНК необходимо использовать полимерные нити или трубки, предназначенные только для медицинских целей. Запрещено использовать полимерные нити и трубки, разработанные для бытовых или технических целей. Катетер перед имплантацией стерилизуют.

Рис. 18. Разрез кожи микрохирургическим ножом и препаровка
мышечного слоя. Фотография под операционным микроскопом, х5

Рис. 19. Вскрытие стенки слезного мешка и вытекание гнойного
содержимого. Фотография под операционным микроскопом, х5

Рис. 20. Введение пинцета в отверстие слезного мешка 
и последующее расширение отверстия браншами ножниц.
Фотография под операционным микроскопом, х5

Рис. 21. Промывание слезного мешка через нижнюю слезную 
точку и ушивание кожного разреза. Фотография под операционным
микроскопом, х5

Патологии системы отведения слезы у собак и кошек

РВЖ • МДЖ • № 6/2013

11

Если катетер застревает, его нужно осторожно подтянуть назад на 1…2 см и плавным движением опять
продвинуть вперед. Если для катетеризации СНК используют рентгеноконтрастный катетер, имеет смысл
сделать рентгеновский снимок в прямой и боковой
проекциях, чтобы точно определить место, где катетер застрял. Когда практически весь СНК пройден,
дистальный конец катетера часто упирается во внутриносовую складку на расстоянии 1…2 см от наружного носового отверстия. В этом случае конец катетера можно вывести наружу с помощью тонкого гемостатического зажима, осторожно вводя его в носовой
ход под визуальным контролем или с помощью эндоскопа соответствующего диаметра.
При использовании для катетеризации трубчатых полимерных катетеров мы можем рекомендовать в качестве проводника или мандрена монофиламентную полимерную нить. Катетер с вставленным
в него пластиковым мандреном обладает большей
жесткостью и вместе с тем достаточной гибкостью
для имплантации. Использовать металлические проволочные мандрены нежелательно, так как это способно вызвать грубое сквозное повреждение слезного мешка, тканей орбиты, слизистой оболочки и
пазух носа.
После успешного выведения катетера из носа его
проксимальный и дистальный концы можно скрепить
вместе лейкопластырем и зафиксировать на боковой
поверхности носа узловатым швом. После имплантации катетер оставляют обычно на 3…4 недели
(рис. 23). На этот период назначают местную антибиотикотерапию; ношение защитного воротника обязательно (рис. 24).
Процедура катетеризации СНК наиболее эффективна при нормальной или незначительно сниженной проходимости СНК у собак мезоцефалических и долихоцефалических пород (рис. 25), а также как вспомогательная процедура при восстановлении проходимости СНК после лечения травм и новообразований век
(рис. 26, 27), дакриоцистита. При устранении непроходимости СНК у собак с укороченной лицевой частью
черепа (йоркширские терьеры, чихуахуа) провести катетеризацию, как правило, не удается.
Дакриориноцистостомия. Дакриориноцистостомия (дакриориностомия) — радикальная операция по
восстановлению проходимости СНК, суть которой
заключается в непосредственном соединении полости слезного мешка с носовой полостью. Таким образом, слеза попадает из слезного мешка сразу в носовую полость, минуя носовую часть СНК. На расстоянии 1,5…2 см от внутреннего угла глаза в носовой кости высверливают отверстие диаметром около

1 см. Через сформированное отверстие частично удаляют участок носовой раковины вместе с фрагментом слизистой оболочки носовой полости. Возникшее кровотечение тщательно останавливают тампонированием с использованием раствора адреналина 1:1000.
Через верхнюю и нижнюю слезные точки вводят
полимерные катетеры, которые через слезные канальцы и слезный мешок выводят в носовую полость. Появление в носовой полости концов катетеров контролируют через высверленное в носовой кости отверстие. С помощью специального тонкого зажима,
введенного в носовую полость со стороны ноздри, под
непосредственным визуальным контролем захватывают концы катетеров и выводят их через отверстие
носового хода наружу. Концы катетеров фиксируют на боковой стенке носа, аналогично процедуре катетеризации СНК. Носовую полость осторожно промывают 0,05%-м раствором хлоргексидина, тщательно следя за тем, чтобы раствор не был аспирирован
в легкие во время вдоха. Костный дефект не закрывают, накладывают швы на поверхностные мышцы
носа и кожу.
В послеоперационном периоде обязательны системная антибиотикотерапия в течение 7 дней и местное
применение антибиотиков и противовоспалительных
препаратов (в каплях) в течение 4 недель. Показано ношение защитного воротника. Имплантированные катетеры оставляют на 4…6 недель.

Внимание! Процедуру введения катетера обязательно
контролируют под операционным микроскопом. Затруднениепри введении катетера в верхний слезный каналец, а
также появление крови из верхней или нижней слезных точек указывает на повреждение стенки СНК вследствие неправильного выбора диаметра катетера, его чрезмернойжесткости или грубой техники катетеризации. В этом случае катетервынимают и процедуру катетеризации прекращают.

Рис. 23. Общий вид катетера, 
полностью проведенного 
через СНК у джекрассел
терьера

Рис. 25. Серебристый карликовый пудель до и после лечения
(двусторонняя катетеризация) по поводу непроходимости СНК

Рис. 22. 
Введение пластикового
мандрена через верхнюю
слезную точку у джекрассел
терьера. 
Фотография под операционным
микроскопом, х5

Рис. 24. Серебристый
карликовый пудель в защитном 
воротнике после двусторонней 
катетеризации СНК